Khả năng chống oxi hóa và chống viêm của cao chiết lá trầu không (Piper betle) khi chiết với các dung môi có độ phân cực khác nhau

KY Pin, A Luqman Chuah, A Abdull Rashih, MP Mazura1, J Fadzureena, S Vimala, MA Rasadah (2010): “Antioxidant and anti-inflammatory activities of extracts of betel leaves (Piper betle) from solvents with different polarities”, Journal of Tropical Forest Science 22(4):448-455

Link bài gốc: https://drive.google.com/open?id=1GMFDROwLElMxBePguc3VXU38B4O3wXAc

Biên dịch: Phạm Ngọc Sơn

Tóm tắt

Nghiên cứu này nhằm đánh giá sự tác động của các loại dung môi có độ phân cực khác nhau tới khả năng chống oxi hóa và chống viêm của cao chiết lá trầu không (Piper betle). Các dung môi được sử dụng ở đây gồm nước, ethanol, ethyl acetate và hexane. Đặc điểm hóa học và nồng độ các hoạt chất như hydroxychavicol (HC) và eugenol (EU) được phân tích bằng kỹ thuật sắc ký lỏng hiệu năng cao (HPLC). Khả năng chống oxi hóa cao chiết được xác định bằng hai phương pháp in vitro- phương pháp xanthine/xanthine oxidase superoxide (phương pháp SOD), và phương pháp sử dụng 1,2-diphenyl-2-picrylhydrazyl (Phương pháp DPPH). Khả năng chống viêm được tính toán dựa trên thí nghiệm ức chế hyaluronidase (HYA), xanthine oxidase (XOD) và lipoxygenase (LOX). Bằng phương pháp HPLC, cao chiết nước có lượng HC và EU cao nhất trong tất cả các cao chiết, cao chiết này cũng đồng thời là cao chiết có hiệu suất chiết cao nhất. Tất cả các cao chiết đều có khả năng chống oxi hóa cao, trong đó, cao chiết với nước có khả năng ức chế gốc tự do cao nhất. Các cao chiết này cũng ghi nhận khả năng ức chế cao trong các thí nghiệm XOD và LOX. Các kết quả cho thấy hoạt tính sinh học của các cao chiết liên quan đến hoạt tính của các chất HC và EU.

Từ khóa: Cây thuốc, hoạt tính sinh học, sắc ký lỏng hiệu năng cao, thí nghiệm in vitro

Giới thiệu

Cây trầu không (Piper betle) là loài thuộc chi Piper, họ Piperaceae. Cây có nguồn gốc từ trung và đông bán đảo Malaysia và có tên địa phương là “sirih” (Jaganath & Ng 2000). Trầu không phân bố kéo dài từ Đông Phi đến tận vùng nhiệt đới châu Á. Đây là loại cây thương phẩm, được trồng nhiều ở Ấn Độ và Sri Lanka (Guha 2006).

Theo y học cổ truyền, loài thực vật này được được dùng làm thuốc. Theo các tài liệu y học, lá trầu không được sử dụng dưới dạng bột nghiền hoặc miếng trầu (gồm lá, hạt và một chút vôi, có thể có thêm thuốc lá hoặc không). Miếng trầu có tác dụng làm sạch hơi thở và ngăn ngừa hôi miệng. Ước tính, có khoảng 2.0- 2.8 triệu người ăn trầu ở Đài Loan và có 200-600 triệu người nhai trầu trên toàn thế giới (Jeng và cs 2001, IARC 2004). Ngoài ra, cây cũng dược sử dụng để cải thiện tình trạng ăn uống, bổ não, sát trùng vết thương và trị tiêu chảy.

Với các giá trị trong y học cổ truyền, rất nhiêu các nghiên cứu đã được thực hiện nhằm đánh giá hoạt tính sinh học và tính chất hóa học của cây. Trong đó, dịch chiết lá cây trầu không có tác dụng chống đột biến, chống ung thư, tiểu đường, chống viêm và kháng khuẩn (Amonkar và cs 1986, Padma và cs 1989, Arambewela và cs 2005, Mazura và cs 2007, Nalina & Rahim 2007). Hydroxychavicol (HC) và eugenol (EU) là hai hoạt chất quan trọng, thường được tìm thất trong lá trầu không. Chúng được chứng minh là có liên quan đến các hoạt tính sinh học của lá trầu không (Rathee và cs 2006, Bhattacharya và cs 2007, Mazura và cs 2007, Nalina & Rahim 2007). HC và EU là 2 chất thuộc nhóm phenolic, có chứa một vòng thơm và một nhóm alcohol, aldehyde hoặc carboxyl trong cấu trúc (de Padua và cs 1999). Danh pháp quốc tế (IUPAC) của HC là 3,4-dihydroxyallylbenzene và của UE là 3-methoxy-4-hydroxyallylbenzene. Cấu trúc hóa học của HC và EU được minh họa ở hình 1.

Nghiên cứu này nhằm đánh giá khả năng chống viêm và chống oxi hóa của cao chiết lá trầu không với các loại dung môi có độ phân cực khác nhau. Dữ liệu thu được sẽ giúp chọn loại dung môi chiết rắn/lỏng có hoạt tính tốt nhất từ lá trầu không.

Hình 1: Cấu trúc phân tử của (a) hydroxychavicol và (b) eugenol

Vật liệu và phương pháp

Vật liệu

Lá trầu không được thu thập và định tính bằng phương pháp sắc ký lỏng hiệu năng cao (HPLC). Mẫu cây P. betle được đánh số FRI 45491 và lưu trữ tại Viện nghiên cứu lâm nghiệp Malaysia.

Quy trình chiết

Nghiên cứu sử dụng 4 loại dung môi: Nước (H₂O), ethanol (EtOH), ethyl acetate (EA) và hexane (Hex). Các dung môi này được chọn dựa trên độ phân cực, trong đó, H₂O và EtOH có độ phân cực lớn, EA và Hex là các dung môi không phân cực. Thứ tự độ phân cực của dung môi được xếp như sau Hex<EA<EtOH<H₂O. Dung môi có độ tinh sạch cao, đủ để làm thí nghiệm phân tích. Mẫu được đựng trong bình thủy tinh đáy tròn 500 ml và đun trên bộ gia nhiệt. Duy trì nhiệt độ chiết ở 50^oC để đảm bảo các hoạt chất không bị phân hủy. Tỷ lệ mẫu và dung môi là 30 ml dung môi : 1 g mẫu và chiết trong 1 giờ.

Sau khi chiết, dịch chiết với nước được lọc qua hệ thống lọc chân không và sấy lạnh. Đối với các dịch chiết với EtOH, EA và Hex, dung môi được loại bỏ bằng hệ thống cô quay chân không. Đây đều là các dung môi có điểm sôi thấp, nên có thể sử dụng phương pháp cô quay chân không để loại bỏ. Hơn nữa, các dung môi này không thể loại bỏ bằng phương pháp sấy lạnh như với dịch chiết nước. Nhiệt độ sấy và cô quay được duy trì ở 40^oC để tránh làm phân hủy các hoạt chất trong mẫu. Hiệu suất chiết được tính bằng công thức:

Trong đó, W_d và W­s­ lần lượt là khối lượng cao chiết và mẫu thô (g). Tất cả các mẫu đều được xử lý lặp lại 3 lần.

Sắc ký lỏng hiệu năng cao

1.0 mg cao chiết với nước được pha loãng với 1 ml nước. 1.0 mg cao chiết EtOH, EA và Hex được pha loãng với acetonitrile (CH­₃CN). Các dung dịch này được lọc qua màng lọc polyvinylidene fluoride, đường kính 17 mm, kích thước lỗ: 0.45 mm trước khi chạy HPLC. Phương pháp HPLC được sử dụng để phân tích các thành phần hóa học của cao chiết cũng như nồng độ HC và EU có trong mẫu. Thí nghiệm này được thực hiện trên hệ thống HPLC gồm: Bộ điều khiển Waters 600E, đầu dò Waters 996 photodiode array. Pha tĩnh là cột Phenomenex Luna C18 100A (250 x 4.6 mm, kích thước hạt 5 µm). Pha động là gradient gồm 0.1% orthophosphoric acid (H₃PO₄) và 100% CH₃CN. Quy trình chạy được lấy từ nghiên cứu của Pin và cs (2009).

Thí nghiệm đánh giá khả năng chống oxi hóa in vitro

Thí nghiệm xanthine/xanthine oxidase superoxide

Thí nghiệm này được thực hiện theo hướng dẫn của Chang và cs (1996) với một số thay đổi nhỏ. Mẫu thử là cao chiết ethanol và được pha thành nồng độ 50 mg/ml. Hỗn hợp phản ứng gốc gồm 0.53 g sodium carbonate (Na₂CO₃) (pH 10.2), 4.0 mg ethylene diamine tetraacetic acid (EDTA) và 2.0 mg xanthine, pha trong 0.025 mM 4-nitro blue tetrazolium chloride (NBT). Trong đó, dung dịch NBT (100 ml dung dịch nồng độ 4.1 mM^-1) gồm 3.15 g trizma hydrochloride (Tris HCl), 0.1 g Magnesium chloride (MgCl₂), 15.0 mg 5-bromo-4-chloro-3-indolyl phosphate và 34.0 mg 4-nitro blue tetrazolium chloride, pha trong 100 ml nước cất. Hỗn hợp được bảo quản ở 4^oC.

Mẫu trắng là 5 µl mẫu thử được pha với 995 µl hỗn hợp phản ứng gốc. Phản ứng bắt đầu khi bổ sung 0.1 µl xanthine oxide (XOD) (1 x 10^-3 U/ml). Để phản ứng diễn ra trong 120s và đo giá trị hấp thụ ở bước sóng 560 nm.

Mẫu đối chứng âm là mẫu thay 5 µl mẫu thử bằng hỗn hợp phản ứng gốc có thể tích tương đương. Superoxide dismutase được sử dụng làm đối chứng dương. Các thí nghiệm được lặp lại 3 lần. Khả năng ức chế được tính bằng công thức:

Trong đó, Ab_c­ và Ab_s là giá trị hấp thụ của đối chứng và mẫu.

Thí nghiệm 1,2-diphenyl-2-picrylhydrazyl (DPPH)

Thí nghiệm này nhằm đánh giá khả năng trung hòa gốc tự do thông qua phản ứng với DPPH, quy trình được sử dụng theo mô tả của Vimala và cs (2003). Mẫu được pha với methanol (MeOH) với nồng độ là 0.5 mg/ml. Hỗn hợp phản ứng gồm 4.0 ml dung dịch mẫu, 1.0 ml DPPH (nồng độ 1 mM pha trong methanol), lắc đều hỗn hợp và ủ ở nhiệt độ phòng trong 3 phút. Đo khả năng hấp thụ của hỗn hợp ở 520 nm bằng máy đo quang phổ. Đối chứng âm là ống thay dung dịch mẫu bằng MeOH và đối chứng dương là ascorbic acid (Vitamin C). Mỗi thí nghiệm được lặp lại 3 lần, khả năng ức chế được tính theo công thức:

Trong đó Ab_S là giá trị hấp thụ của mẫu thử, Ab_{c, -ve} và Ab_{c, +ve} lần lượt là giá trị hấp thụ của mẫu đối chứng âm và đối chứng dương.

Đánh giá khả năng chống viêm

Thí nghiệm ức chế Hyaluronidase (Thí nghiệm HYA)

Thí nghiệm này được thực hiện theo mô tả của Ling và cs (2003) với một số thay đổi nhỏ. Mẫu thử và apigenin được pha với dimethylsulphoxide (DMSO) thành dung dịch có nồng độ 5 mg/ml. Hỗn hợp phản ứng chứa 100 µl hyaluronidase (1.00- 1.67 U), 100 µl đệm sodium phosphate (0.02 M, pH 7.0), 77 mM sodium chloride và 0.01% albumin huyết thanh bò (BSA), hỗn hợp được trộn với 25 µl mẫu và ủ ở 37^oC trong 10 phút. Phản ứng được khởi đầu khi bổ sung 100 µl dung dịch hyaluronic acid (0.03% pha trong 300 mM sodium phosphate, pH 5.35) và ủ tiếp ở 37^oC trong 45 phút. Lượng hyaluronic acid không bị phân hủy sẽ bị kết tủa bằng 1 ml dung dịch acid albumin (gồm 0.1% BSA pha trong 24 mM sodium acetate và 79 mM acetic acid, pH 3.75). Sau khi phản ứng, hỗn hợp được đo khả năng hấp thụ ở 600 nm bằng máy đo quang phổ. Giá trị hấp thụ của dung dịch không có enzyme được lấy làm giá trị ức chế cao nhất. Apigenin được dùng làm đối chứng dương trong thí nghiệm này. Các thí nghiệm được lặp lại 3 lần, và thực hiện trên đĩa UV 96 giếng. Phần trăm ức chế được tính dựa trên công thức:

Trong đó, Ab_c và Ab­­_s là giá trị hấp thụ của đối chứng và mẫu thử.

Thí nghiệm ức chế xanthine oxidase (XOD)

Khả năng ức chế xanthine oxidase được xác định bằng phương pháp đo quang phổ theo quy trình của Noro và cs (1983). Dung dịch mẫu và allopurinol được pha thành nồng độ 20 mg/ml bằng DMSO. Dung dịch phản ứng gồm 130 µl đệm potassium phosphate (0.05 M, pH 7.5), 10 µl dung dịch mẫu và 10 µl xanthine oxidase, hỗn hợp được ủ trong 10 phút ở 25^oC. Phản ứng bắt đầu khi thêm 100 µl dung dịch xanthine. Enzyme sẽ chuyển hóa xanthine thành acid uric và hydrogen peroxide, các sản phẩm này có thể được đo ở bước sóng 295 nm bằng máy đo quang phổ. Ở ống đối chứng, dung dịch mẫu được thay bằng 10 DMSO nhằm thu được lượng acid uric cao nhất. Allopurinol được sử dụng làm đối chứng dương cho thí nghiệm. Mỗi mẫu được đo 3 lần trên đĩa UV 96 giếng. Khả năng ức chế được tính bằng công thức:

Trong đó, Ab_c và Ab_s­ là giá trị hấp thụ của đối chứng và mẫu thử.

Thí nghiệm ức chế lipoxygenase (LOX)

Thí nghiệm này được thực hiện theo quy trình của Riaz và cs (2004). Mẫu và nordihydroguaiaretic acid (NDGA) được pha với DMSO tạo thành dung dịch có nồng độ 20 mg/ml. Hỗn hợp phản ứng gồm 160 µl đệm sodium phosphate (0.05 M, pH 7.5), 10 µl mẫu và 20 µl enzyme lipoxygenase đậu tương, hỗn hợp được ủ ở 25^oC trong 10 phút. Phản ứng bắt đầu khi bổ sung 10 µl sodium linoleic acid. Enzyme sẽ chuyển hóa sodium linoleic acid thành (9Z, 11E)- (13S)-13-hydroperoxyoctadeca-9,11-dienoate, sản phẩm này có thể được định lượng ở bước sóng 295 nm sau 6 phút. Ở ống đối chứng, mẫu được thay bằng DMSO để thu được lượng uric acid cao nhất. NDGA được sử dụng làm đối chứng dương. Các mẫu được đo 3 lần trên đĩa UV 96 giếng. Khả năng ức chế được tính bằng công thức:

Trong đó, Ab_c và Ab­_s là giá trị hấp thụ của đối chứng và mẫu.

Xử lý số liệu

Kết quả thu được là giá trị trung bình của ít nhất 2 lần đo. Các kết quả được so sánh bằng phương pháp ANOVA với phần mềm SPSS (version 14.0). Chỉ các mẫu có độ khác biệt 95% (p<0.05) mới được xem là có ý nghĩa thống kê.

Kết quả và bàn luận

Phân tích thành phần cao chiết

Hình 2 là biểu đồ hiệu suất chiết của 4 loại dung môi. Từ hình, có thể thấy, cao chiết với nước có hiệu suất cao nhất, theo sau đó là EA, EtOH và cuối cùng là Hex. Bằng phân tích ANOVA, hiệu suất chiết với nước có sự khác biệt mang ý nghĩa thống kê với các cao chiết còn lại. Điều này cho thấy, các thành phần trong mẫu có khả năng tan tốt trong dung môi có độ phân cực cao như nước. Markom và vs (2007) cũng ghi nhận kết quả tương tự khi làm thí nghiệm với cây Diệp hạ châu (Phyllanthis niruri), theo đó, hiệu suất chiết đạt cao nhất khi mẫu được chiết với nước. Kết quả này cho thấy các hợp chất phân cực có thể dễ tách chiết hơn so với các hợp chất không phân cực.

Mặc dù ethanol và nước đều chứa nhóm hydroxyl, một nhóm có thể tạo liên kết hydro với các hoạt chất, nhưng nước lại có hiệu suất tách chiết cao hơn do nước có độ phân cực cao hơn và có kích thước nhỏ hơn. Đặc điểm này của nước giúp nâng cao đáng kể hiệu suất tách chiết các chất phân cực trong mẫu. Điều này lý giải sự khác biệt về hiệu suất tách chiết giữa nước và EtOH. Khả năng chiết của H₂O cao gấp 2 lần so với EtOH. Markom và cs (2007) cũng ghi nhận hiện tượng tương tự, trong nghiên cứu của Xu và He (2007) trên các loài dược liệu khác lại cho thấy, hiệu suất chiết của nước cao gấp 4 lần so với EtOH. Sự khác biệt này có thể là do các yếu tố khác tác động, ví dụ như thành phần hóa học của dược liệu, nhiệt độ chiết cũng như tỷ lệ dung môi và mẫu.

Hình 2: Hiệu suất chiết với các dung môi khác nhau

2 hợp chất đích HC và EU đều có mặt trong tất cả các cao chiết nhưng với lượng khác nhau (Hình 3). Thành phần hóa học của cao chiết nước khác biệt rõ rệt so với các cao chiết khác, như hình, cao chiết nước chỉ có 2 đỉnh chính. Trong nghiên cứu của Nalina và Rahim (2007), bằng phương pháp sắc ký khí kết nối khối phổ, HC là thành phần chính trong cao chiết lá trầu không với nước trong khi không phát hiện thành phần EU. Kết quả này của Nalina và Rahim (2007) có thể là do EU đã bị phân hủy khi chiết ở nhiệt độ cao (100^oC).

Sắc ký đồ của các cao chiết với EtOH, EA và Hex có 6 đỉnh. Thành phần hóa học của cao chiết EtOH và Hex tương tự nhau nhưng đỉnh HC của Hex nhỏ hơn. Trong khi đó, đỉnh HC và EU của cao chiết EA là nhỏ hơn cả. Từ số lượng đỉnh này, có thể thấy EtOH, EA và Hex có thể chiết được nhiều loại hợp chất từ lá trầu không hơn so với chiết bằng nước.

Hình 3: Sắc ký đồ HPLC của cao chiết với (a) H₂O, (b) EtOH, (c) EA và (d) Hex

Về cấu trúc, HC có 2 nhóm hydroxyl, do đó, chúng có khả năng tan tốt trong các dung môi có độ phân cực cao như nước (Hình 4). Điều này giải thích vì sao nồng độ HC lại tăng dần theo chiều tăng độ phân cực từ Hex< EA< EtOH< H­₂O. Ngược lại, lượng EU cao nhất ở trong cao chiết Hex, do EU là một phân tử kỵ nước và hòa tan trong các dung môi hữu cơ không phân cực (Geng và cs 2007). Trong nghiên cứu này, Hex là dung môi có khả năng chiết EU tốt nhất. Ngược lại với HC, nồng độ EU có xu hướng giảm dần theo chiều tăng độ phân cực. Khi so sánh khả năng tách EU của EA và EtOH, nhờ có nhóm hydroxyl mà EtOH có khả năng thiết EU cao hơn, do phân tử hydroxyl của EtOH có thể liên kết với nhóm hydroxyl của EU.

Hình 4: Hàm lượng HC và EU trong các cao chiết với các dung môi khác nhau

Khả năng chống oxi hóa của cao chiết lá trầu không

Trong các thí nghiệm SOD và DPPH, tất cả các cao chiết đều có khả năng ức chế trên 50% (Bảng 1). Bằng phân tích ANOVA, khả năng ức chế SOD của cao chiết nước cao hơn hẳn các cao chiết khác (p<0.05). Trong khi đó, khả năng ức chế DPPH của cao chiết với H­₂O, EtOH và Hex tương đương nhau với p>0.05. Tuy nhiên, cao chiết nước cho thấy khả năng ức chế cao nhất ở cả 2 thí nghiệm. Theo Rice-Evans và cs (1995), khả năng chống oxi hóa của các hợp chất nhóm phenolic chủ yếu phụ thuộc vào số lượng và vị trí nhóm hydroxyl. Khả năng ức chế của cao chiết với nước có thể là do thành phần HC, với 2 nhóm hydroxyl, có trong cao. Trong các nghiên cứu khác, HC cũng được ghi nhận là có liên quan đến khả năng chống oxi hóa của cao chiết lá trầu không (Chang vs cs 2002, Rathee và cs 2006). Bên cạnh đó, sự có mặt của EU, với một nhóm hydroxyl trong cao chiết với nước cũng làm tăng khả năng chống oxi hóa của cao.

Bảng 1: Khả năng chống oxi của các cao chiết

Dung môi	% ức chế
	Thí nghiệm SOD	Thí nghiệm DPPH
Nước	95.77 ± 0.06 a	88.15 ± 1.80 a
Ethanol	81.50 ± 4.70 b	76.87 ± 5.28 ab
Ethyl acetate	69.97 ± 3.27 b	65.33 ± 1.34 b
Hexane	86.47 ± 3.18 c	76.43 ± 2.04 ab

Các giá trị trong cột được ký hiệu cùng chữ cái có nghĩa các số liệu không có sự khác biệt khi so sánh bằng Tukey’s test

Khả năng ức chế của cao chiết với EtOH và Hex tương đương nhau có thể là do cả 2 loại cao này đều có chứa lượng HC và EU gần như nhau. Cao chiết với EA có khả năng ức chế kém nhất có thể là do lượng HC và EU có trong cao này thấp nhất trong 4 loại cao khảo sát. Kết quả này cho thấy, sự có mặt của các thành phần khác, ngoài EU và HC trong cao chiết EtOH, EA và Hex không ảnh hưởng tới khả năng chống oxi hóa của các dịch cao chiết này.

Bảng 2: Khả năng chống viêm của các cao chiết

Dung môi	% ức chế
	Thí nghiệm HYA	Thí nghiệm XOD	Thí nghiệm LOX
Nước	14.37 ± 1.30 a	86.57 ± 1.53 a	77.00 ± 5.95 a
Ethanol	23.47 ± 1.88 b	89.18 ± 1.36 ab	96.83 ± 0.11 b
Ethyl acetate	13.14 ± 1.04 a	93.57 ± 1.82 b	90.74 ± 0.25 b
Hexane	24.23 ± 1.98 b	88.36 ± 0.77 a	99.17 ± 0.09 b

Các giá trị trong cột được ký hiệu cùng chữ cái có nghĩa các số liệu không có sự khác biệt khi so sánh bằng Tukey’s test

Khả năng chống viêm của các cao chiết lá trầu không

Các cao chiết đều không hoạt động trong thí nghiệm HYA vì khả năng ức chế của chúng đều thấp hơn 50% (Bảng 2). Từ thí nghiệm XOD, tất cả các cao chiết đều có khả năng ức chế cao, với phần trăm ức chế lớn hơn 70%. Bằng phân tích ANOVA, không có sự khác biệt có ý nghĩa thống kê giữa khả năng ức chế của cao chiết với H₂O, EtOH và Hex (p>0.05). HC và EU có khả năng ức chế xanthine oxidase cao do chúng là 2 thành phần chủ yếu của cao chiết với nước. Tuy nhiên, cao chiết với EA lại cho thấy khả năng ức chế cao nhất mặc dù lượng HC và EU trong cao EA lại không nhiều. Kết quả này gợi ra giả thiết, có thể các thành phần hóa học khác trong cao chiết lá trầu không đã ảnh hưởng tới kết quả của thí nghiệm này.

Các cao chiết có khả năng ức chế LOX với phần trăm ức chế lớn hơn 70%, trong đó, khả năng ức chế được sắp xếp như sau: H₂O< EA< EtOH< Hex. Bằng phân tích ANOVA, khả năng ức chế của cao chiết EA, EtOH và Hex không có sự khác biệt (p<0.05). Kết quả này cho thấy khả năng ức chế lipoxygenase liên quan tới nồng độ EU có trong mẫu cao chiết. Cụ thể, cao chiết với nước có chứa lượng EU thấp nhất nên khả năng ức chế kém nhất. Trong khi đó, cao chiết EtOH và Hex có lượng EU cao hơn và đồng thời ghi nhận khả năng ức chế lên tới gần 100%.

Kết luận

Tất cả các mẫu cao chiết trong nghiên cứu này đều có khả năng chống oxi hóa. Trong đó, cao chiết với nước có chứa lượng HC cao nhất nên có khả năng chống oxi hóa tốt nhất. Các cao chiết cũng có khả năng ức chế cao ở 2 thí nghiệm đánh giá khả năng chống viêm. Cao chiết với nước là cao có hiệu suất chiết cao nhất trong số các dung môi được sử dụng. Từ các kết quả định tính và định lượng, nước là dung môi thích hợp và hiệu quả nhất để tạo cao lá trầu không.

Lời cảm ơn

Các tác giả gửi lời cảm ơn tới các nhân viên bộ phận Dược liệu của Viện nghiên cứu Lâm nghiệp Malaysia đã hỗ trợ cho nghiên cứu này.

Tài liệu tham khảo

AMONKAR AJ, NAGABHUSHAN M, D’SOUZA AV & BHIDE SV. 1986. Hydroxychavicol: a new phenolic antimutigen from betel leaf. Food and Chemical Toxicology 24: 1321–1324.

ARAMBEWELA LSR, ARAWWAWALA LDAM & RATNASOORIYA WD. 2005. Antidiabetic activities of aqueous and ethanolic extracts of Piper betle leaves in rats. Journal of Ethnopharmacology 102: 239–245.

BHATACHARYA S, MULA S, GAMRE S, KAMAT JP, BANDYOPADHYAY SK & CHATTOPADHYAY. 2007. Inhibitory property of Piper betle extract against photosensitization-induced damages to lipids and proteins. Food Chemistry 100: 1474–1480.

CHANG WS, LIN CC, CHUANG SC & CHIANG HC. 1996 Superoxide anion scavenging effect of coumarins. American Journal of Chinese Medicine 24: 11–17.

CHANG MC, UANG BJ, WU HL, LEE JJ, HAHN LJ & JENG JH. 2002. Inducing the cell cycle arrest and apoptosis of oral KB carcinoma cells by hydroxychavicol: role of glutathione and reactive oxygen species. British Journal of Pharmacology 135: 619–630.

GENG Y, LIU J, LV R, YUAN J, LIN Y & WANG X. 2007. An efficient method for extraction, separation and purification of eugenol from Eugenia caryophyllata by supercritical fluid extraction and high-speed counter-current chromatography. Separation and Purifcation Technology 57: 237–241.

GUHA P. 2006. Betel leaf: the neglected green gold of India. Journal of Human Ecology 19: 87–93.

IARC (international Agency of research on cancer). 2004. Betel Quid and Areca Nut Chewing and Some Areca Nut Derived Nitrosamines. IARC Monograph Volume 85. IARC, Lyon.

JAGANATH IB & NG LT. 2000. Piper betle. Pp. 81–83 in Herbs—The Green Pharmacy of Malaysia. Malaysian Agricultural Research and Development Institute, Kuala Lumpur.

JENG JH, CHANG MC & HAHN LJ. 2001. Role of areca nut in betel quid associated chemical carcinogenesis: current awareness and future perspectives. Oral Oncology 37: 477–492.

LING SK, TANAKA T & KOUNO I. 2003. Effects of iridoids on lipoxygenase and hyaluronidase activities and their activation by β-glucosidase in the presence of amino acids. Biological and Pharmaceutical Bulletin 26: 352–356.

MARKOM M, HASSAN M, WAN DAUD WR, SINGH H & JAHIM JM. 2007. Extraction of hydrolysable tannins from Phyllantrus niruri Linn: effects of solvents and

extraction methods. Separation and Purification Technology 55: 487–496.

MAZURA MP, NUZIAH H, RASADAH MA & LING SK. 2007. Evaluation of Piper betle on platelet activating factor (PAF) receptor binding activities. Malaysian Journal of Science 26: 79–83.

NALINA T & RAHIM ZHA. 2007. The crude aqueous extract of Piper betle L. and its antibacterial effect towards Streptococcus mutans. American Journal of Biotechnology and Biochemistry 3: 10–15.

NORO T, ODA Y, MIYASE T, UENO A & FUKUSHIMA S. 1983. Inhibitor of xanthine oxidase from the flowers and buds of Daphane genkwa. Chemical and Pharmaceutical Bulletin 31: 3984–3987.

PADMA PR, LALITHA VS, AMONKAR AJ & BHIDE SV. 1989. Anticarcinogenic effect of betel leaf extract against tobacco carcinogens. Cancer Letters 45: 195–202.

DE PADUA LS, BUNYAPRAPHATSARA N & LEMMENS RHMJ. 1999. Plant Resources of South-East Asia No 12(1). Medicinal and Poisonous Plants 1. Backhuys, Leiden.

PIN KY, CHUAH TG, ABDULL RASHIH A, LAW CL, RASADAH MA & CHOONG TSY. 2009. Drying of betel leaves (Piper betle L.): quality and drying kinetics. Drying Technology 27: 149–155.

RATHEE JS, PATRO BS, LULA S, GAMRE S & CHATTOPADHYAY S. 2006. Antioxidant activity of Piper betle leaf extract and its constituents. Journal Agricultural Food Chemistry 54: 9046–9054.

RIAZ N, MALIK M, REHMAN A, AHMAD Z, MUHAMMAD P, NAWAZ SA, SIDDIQUI J & CHOUDHARY MI. 2004. Lipoxygenase inhibitory and antioxidant oligostilbene monoterpene galactoside from Paeonia emodi. Phytochemistry 65: 1129–1135.

RICE-EVANS CA, MILLER NJ, BOLWELL PG, BRAMLEY PM & PRIDHAM JB. 1995. The relative antioxidant activities of plant-derived polyphenolic flavonoids. Free Radical Research 22: 375–383.

VIMALA S, MOHD ILHAM A, ABDUL RASHID A & ROHANA S. 2003. Nature’s Choice to Wellness: Antioxidant Vegetables/Ulam. Siri Alam dan Rimba No. 7. Forest Research Institute Malaysia, Kepong.

Xu HN & HE CH. 2007. Extraction of isoflavones from stem of Pueraria lobata (Wild) Ohwi using n-butanol/water two-phase solvent system and separation of daidzein. Separation and Purifcation Technology 56: 85–89.